Indikátorok az ökológiában

Az ökológia az élőlények és környezetük közötti kölcsönhatásokat kutatja. Az élőlényekre ható, élettelen környezeti tényezők lehetnek pl. a víz hőmérséklete, oldott oxigén tartalma, tápanyag-, só-és ásványi anyag tartalma, kémhatása, fénnyel való ellátottsága. Ezek kifejezik az élőlények ökológiai igényeit: a baktériumok a lúgos környezetet, a gombák a savas környezetet preferálják jobban. A nitrogén, és foszforvegyületeket a növények, pl. algák, míg a szerves anyagokat a lebontó és heterotróf szervezetek hasznosítják. A vízben élő állatok némelyike nem a vízben oldott oxigént, hanem a légköri oxigént hasznosítja. Megfigyelhetjük, hogy a csíkbogár és lárvája időnként felúszik a víz felszínére, az árvaszúnyog lárvái potrohukkal felfelé, a felszíni hártyában lélegeznek, vagy a herelégy lárvája, a pocikféreg hosszú potrohnyúlványán keresztül veszi fel a levegő oxigénjét.

Árvaszúnyog lárva

A vizek fényben gazdag rétegét (fotikus réteg) a növények, míg a mélyebb, fényben szegényebb afotikus rétegét az állatok népesítik be. A víz nagy hőkapacitása révén egyfajta tompító, pufferelő szerepet tölthet be a vízi élővilág számára. A hőerőművek hűtővizének folyóba juttatása olyan hőszennyező hatást fejt ki, amely eredményeként csökken az oldott oxigén tartalom, amit már nem képesek az állatok tolerálni.

Az oldott oxigén-tartalmat a helyszínen mérjük

Az élettér tulajdonságainak megváltozására az egyes élőlények eltérő mértékben reagálnak, ami a populáció tűrőképességének a függvénye. A populáció komfortérzetének mértéke és a környezeti tényező értékének megváltozása ezáltal a populáció nagyságát (egyedszámát) szabja meg. 

Ezek alapján beszélünk az indikációról, a jelzés folyamatáról, amelyben a jelző fajokat indikátoroknak tekintjük.

A pozitív indikátorok előfordulásukkal, vagy tömeges elszaporodásukkal jelzik a környezet megváltozását. Erre jó példa a tavak eutrofizációjának felgyorsulását jelző kék alga-fajok, amelyek a nitrogén-és foszforvegyületek bemosódása miatt elszaporodnak és vízvirágzást okoznak. 

Ebből adódóan tesztorganizmusként alkalmazhatók az algák, laboratóriumi körülmények között, az eutrofizáció modellezésére. A talaj nitrogénben dúsulása a nagy csalán elszaporodásának kedvez, ahol pedig a varjak, galambok tömegesen jelennek meg, ott sok hulladék van. A Duna vízminőségének javulását jelezte hosszú idő után, a 2012-ben újra megjelent kérész faj, a Duna virág.

A negatív indikátorok szervezete ugyanakkor károsodik valamely (szennyező) anyag jelenlétében. A zuzmókról tudjuk, hogy a levegő kén-dioxid tartalmának megnövekedésére érzékenyek, ezért ahol megnő a szennyező anyag koncentrációja, ott a zuzmók elpusztulnak, "sivatagot" alkotnak.

Bokros zuzmó

Hasonlóan viselkedik a kis csalán és a vörös here, ha megnő a levegő ózontartalma. Több tényezőre nézve is szűktűrésűek a tengeri korallok, amelyek a víz hőmérsékletének, oldott oxigén-és sótartalmának kismértékű változására is elpusztulnak.

Az akkumulációs indikátorok (ezáltal monitor fajok) a szervezetükben károsodás nélkül halmoznak fel szennyező vagy mérgező anyagokat: nehézfémeket akkumulálnak a csigák, tollaikban, csontozatukban egyes madárfajok (szarka, macskabagoly, héja), higanyt jelez a nagy őzlábgomba.

A makroszkópikus gerinctelenek bizonyos csoportjai az ökológiai monitorozásban, a vízminőség vizsgálatában bioindikátorként jól használhatók, mivel az ökológiai igényeik feltártak. Szabad szemmel jól láthatók, sokfélék, akár több évre kiterjedő hatásokat képesek jelezni, könnyen gyűjthetők, viszonylag kis területen "mozognak".

A makrozoobenton vizsgálatát az EU Víz Keretirányelv szerint kell teljesíteni. A mintavételi módszereket szabványok írják elő: külön szabvány vonatkozik a kézihálós, külön a kavicsos aljzatú, sekély édesvizekre és megint más szabvány vonatkozik a mélyvízi mintavételre.

A vizsgálat menete az alábbi lépésekre bontható:
1. Tervezés: az összehasonlíthatóság érdekében lehetőség szerint ugyanazon időszakokra és pontokra kell esnie a vizsgálatnak. Érdemes előzetesen tájékozódnunk a Google térképen a vízfolyásról és környezetéről. Fontos például, hogy viszonylag könnyen megközelíthető legyen a terep, az eszközök szállítása miatt a távolságot is vegyük figyelembe.

2. Mintavétel: a mintavételi területnek reprezentatívnak kell lennie, vagyis a vízfolyás adott szakaszán észlelt tulajdonságokat tükrözze. Kis vízfolyásoknál 5 km-es szakaszon belül 20-50 méter hosszú mintavételi területeket választunk ki, amelynek a koordinátáit GPS-szel rögzítjük. Az effektív szakasz hossza pedig 10-20 méter, amelyen belül 3-5 percig folyamatosan vesszük a mintát. Szabványos, nyéllel ellátott, fémkeretre rögzített, kúp alakú, 1 mm lyukbőségű kézi hálót használunk. Gázolható mélységű vízfolyások esetében a gumi-vagy combcsizmát felhúzva, a folyásiránynak háttal állunk, majd az iszapot elkezdjük felkavarni lábunkkal, akár rugdosó, keverő mozdulatokat is végezzünk az eredményes mintagyűjtéshez. A hálót végighúzzuk a vízi növényzet szárán, levelén, a sodródó állatkákat összehálózzuk, a köveket, faágakat is felforgatjuk.

3. Válogatás: 0,5-20 mm lyukátmérőjű szitasorozatra borítjuk a mintánkat, a durva törmeléket eltávolítjuk, a fennmaradt élőlényeket pedig átmossuk. Fehér tálcán, műanyag csipesszel, kézi nagyító alatt válogatjuk szét a szükséges makrogerincteleneket, amelyeket 10-25 ml-es flakonokba helyezünk.

Szitasorozat válogatáshoz

4. Határozás: a Bisel módszer előnye az, hogy nem szükséges faj szinten határozni az állatokat, hanem -néhány kivételtől eltekintve- elegendő nagyobb taxonszinten (család vagy nemzetség).

5. Értékelés: a biotikus index megállapításánál figyelembe vesszük az indikátor csoport érzékenységi fokozatát, kiválasztjuk a legérzékenyebb taxon sorát, valamint a feljegyzett összes és az ebből figyelembe vehető taxonok számát. A szabvány táblázatot használva, a megfelelő oszlop és sor keresztmetszetében megkapjuk a biotikus index értékét, amelyhez hozzárendeljük a vízminőségi osztályt, a színkódot és a vízállapot megnevezését.

6. Kitöltjük a jegyzőkönyvet, és az eredményeket feltöltjük az adatbázisba (pl. www.bisel.hu)

A Bisel-módszer 7 indikátorcsoportot alkalmaz a vízminőség megállapítására. Az átváltozással fejlődő álkérészek, erezett kérészek csak a nagyon tiszta, magas oldott oxigéntartalmú vizekben élnek meg. A speciális fogóhálót (tegez) készítő házas tegzeseknek hazánkban 212 faja él, közöttük lehetnek algaevők, ragadozók és paraziták, jellemzően a gyorsabban folyó vizekben találhatjuk meg őket. https://www.youtube.com/watch?v=ifL35xiLovU

Az oxigénben dús, gyorsfolyású, tiszta patakokban a kövek alatt, növények levelén élnek a kérészek és a 6,6-7,8 pH-értéket kedvelő sapkacsigák. Fontos tudni, hogy amennyiben feliszapolódik a vízfolyás, a sok iszapban nem találják meg a táplálékot ezek az állatok. A vízszennyezésre közepes toleranciájú, 4-es érzékenységi fokozatban lévő szitakötők közül érdemes kiemelni a folyami szitakötők családját. Ezek ugyanis jó indikátorok, mivel ott találhatók meg, ahol tisztább a víz. Az oxigéntartalom csökkenése, a mederkotrás, duzzasztás veszélyezteti őket. 4 fajuk kivétel nélkül védett: sárgás szitakötő, feketelábú szitakötő, erdei szitakötő, csermely szitakötő.

Sárgás szitakötő

Általában a vízfenéken él a szerves törmelékevő víziászka. A piócák nem kedvelik a gyors folyású vizet, helyette a partmenti övet, pocsolyákat, mocsarakat részesítik előnyben. Az árvaszúnyogok lárvái kivétel nélkül vízben fejlődnek, igen sokféle színváltozatuk lehet. Ezek közül a vérvörös színű lárvák az oxigénben szegény üledékben is életben maradnak, mivel testfolyadékuk oxigénszállító hemoglobint tartalmaz. Hozzájuk hasonlóan, a csővájó férgek az erősen szennyezett, magas szerves anyagtartalmú vizekhez jól tudnak alkalmazkodni. Végül a legkevésbé igényes csoport tagjai az ásott WC-ben, trágyalében élő herelégy lárvái (pocikféreg), amelyek nagyon kevés oxigénnel is beérik.

http://hangtar.radio.hu/kossuth#!#2016-07-26 (Riport a Trend időkben)

A bejegyzés apropóját egykori tanítványom felkérése adta, amikor a Kossuth Rádió számára készített riportot. Igyekeztem alaposan felkészülni, hiszen a vízi gerinctelenek kutatásával "csak" iskolai szinten foglalkozom. A Bisel-módszer rejtelmeibe viszont még 2004-ben egykori kolléganőm, Jankovics Vilmosné Erika vezetett be, akinek sokat köszönhetek, mert szakmailag és emberileg egyaránt támogatott a tanári pályafutásom kezdete óta.
 

Irodalom:
Kriska György: Édesvízi gerinctelen állatok

http://www.tankonyvtar.hu/hu/tartalom/tamop412A/2011-0038_04_penzesne_hu/ch01s02.html

Dr. Csányi Béla, Szekeres József, Zagyva Andrea, Dr. Várbíró Gábor: Vízi makrogerinctelen módszertani útmutató (Bp., 2012.)

Ökológiai monitorozás, állattani mintavételezés

Az élővilág megismerése nagy kihívás, ezért egy szűkebb helyre kell lokalizálnunk megfigyeléseinket. A megfigyelésekhez nélkülözhetetlenek a monitorozó eszközök, protokollok. A biológiai sokféleség feltárására, potenciális meglétének igazolására számos vizsgálati módszer közül választhatunk. A hosszú távú adatgyűjtés alapján, egy terület élővilágáról alkotott "kép" megbízhatóságát növelhetjük, ha az nagy számú, egymástól független megfigyelésekből szerveződik. A terepi kutatásban a vizsgált terület élővilága, mint alapsokaság szolgál a mintavételezéshez. Ekkor az alapsokaságból reprezentatív kisebb egységet (mintát) választunk ki, és vizsgálatainkat több részminta egyesítésével összegezzük. 

Az alábbi rövid leírásban néhány mintavételi módszert és eszközt mutatok be, egyfajta ötletbörzeként. Ezen eszközök némi beruházással, hosszú távon szolgálhatják megfigyelő munkánkat. A középiskolai környezetvédelem-vízgazdálkodás szakmaspecifikus tagozat gyakorlati órái , de akár biológia vagy természetismeret szakkörök jó lehetőséget teremtenek a vizsgálatok elvégzésére. A diákok "kutató" munkába történő bevonásával  nemcsak az érdeklődésüket lehet felkelteni, de még annak fontosságát is átélhetik, hogy amiben részt vesznek, az tudományos vagy természetvédelmi célokat szolgálhat.

Mintavételi módszerek

Homogén mintavételi területen alkalmazhatjuk a szabályos és a random (véletlenszerű) mintavételezést. Nem homogén területen, az irányított mintavételezést alkalmazzuk. Ekkor a mintavételi négyzeteket rétegesen, véletlenszerűen helyezzük el úgy, hogy a mintavételi területet részekre osztjuk és minden részből veszünk mintát.

Szabályos (A), véletlenszerű (B) és irányított (C) mintavétel

 

  Talajfauna mintavételezése

Avarrostálás és futtatás: Az avarrosta a talajfelszín, mohaszint, a fakéreg élőlényeinek gyűjtésére alkalmas eszköz. A 20 x 20 cm-es fémkeretre erősített vászonzsákba beletöltjük a lehullott növényi részeket és a törzsről lekapart mintát. A felső kerethez erősített szitán áthullanak a lyukbőségnél kisebb méretű élőlények. A zsák alul nyitható, a mintát fehér lepedőre borítjuk.

Avarrosta (B) és talajfúró (J) bolygatott mintavételhez

Tullgren-futtató: Egy tölcsért megtöltünk avarral és bolygatott talajmintával. Az üveg fenekére itatóspapírt helyezünk és beletesszük a tölcsért az üvegbe. Ráirányítjuk a tölcsérre az asztali lámpa fényét. A fény és a hő elől az állatok lefelé menekülnek. Tullgren-futtató

Barber-csapdázás (talajcsapdázás): A földbe helyezett tejfölös pohár, széles szájú üveg (befőttes üveg), főleg az éjszaka, a felszínen, de akár a talajban mozgó ízeltlábúakat gyűjti össze. Kihelyezéskor cickányra is számíthatunk. Ajánlatos a csapdát kaviccsal alátámasztott fakéreggel, lapos kővel lefedni, ill. benne "csalianyagot" (hús, máj, sajt, almaszelet,...) elhelyezni. Érdemes többféle élőhelyet (zárt erdő, erdőszél, rét, vízpart) talajcsapdázni. A javasolt gyűjtési idő 1-3 hét, amellyel nagyszámú és fajgazdag mintát gyűjthetünk.

Kézi ásó és Barber-csapda

 Vízi életközösségek (makrogerinctelenek) mintavételezése

Kisvízfolyásokból, Bisel-vízminősítéshez: Az eredmények összehasonlíthatóságának érdekében, konzervatív módon, vagyis a vízfolyás ugyanazon pontjairól, ugyanazon időszakokban szükséges mintát venni. A 20-50 méternyi mintavételi területnek 10-20 méteres effektív szakaszán, 3-5 percig veszünk mintát, szabványos kézi hálóval (fémkeretre szerelt, kúpos kialakítású háló, nyéllel). Gumicsizmában vagy combcsizmában, a gázolható mélységű víz folyásirányának háttal állunk, a teljes keresztmetszetből, lehetőség szerint mind két partról veszünk mintát: meder felkavarásával, kövek, ágak átforgatásával, kaparásával, a vízi növényzet szárán, levelén végighúzzuk a hálót, a vízfelszínen sodródó állatokat a folyásiránnyal szemben összehálózzuk. A minta tartalmát szitasorozatra borítjuk, majd fehér tálcán, kézi nagyító alatt válogatjuk ki kézzel vagy műanyag csipesszel az állatokat. Az iszapból vett mintát többször átmossuk, ehhez teleszkópos vízmintavevővel merítünk a vízből.

Bisel-háló

Teleszkópos vízmintavevő

   Rovarok mintavételezése

Fűhálózás és rovarszippantó- mintavétel a gyepszintből: réteken, kaszálókon, füves legelőkön, erdei tisztásokon található virágos biotópok egyenesszárnyú rovarait gyűjthetjük be fűhálóval. A háló anyaga erősebb vászon, amelyet kör alakú keretre rögzítenek. Szélcsendes időjárás esetében, egyenes vonal mentén haladva, nyolcas ívekben 10-20 óvatos csapást végzünk. A hálóba került állatokat csipesszel vagy rovarszippantóval gyorsan a gyűjtőedénybe juttatjuk. A rovarszippantó kb. 10 cm hosszúságú, 2-2,5 cm átmérőjű üveg-vagy műanyag henger, amelyet parafadugóval zárunk le. A parafadugót átfúrjuk alumíniumcsővel, aminek a végére gumicsövet húzunk. A hengerben lévő végére finom szövésű hálót rögzítünk, hogy a felszippantott bogár ne kerüljön a szánkba. A mintavétel hatékonyságát befolyásolja a fű magassága, ezért figyelembe kell vennünk, hogy a gyep ne legyen túl alacsony, de túl magas (30 cm <) sem. A befogott állatokat lehetőség szerint a helyszínen, kézi mikroszkóp segítségével azonosítsuk, majd engedjük őket szabadon.

Rovarszippantó

Mintavétel a lombkoronából, motoros (D-vac) rovarszívóval: minden szintből, különféle élőhelyekről (szántóföld, gyepek, erdőszegélyek) hatékonyan, akár 300 km/óra szívási sebességgel gyűjti az ízeltlábúakat. A beszívó nyílás mérete 6-10 cm, amelyen keresztül az epigeikus (föld feletti, felszínen aktív), lombkoronában mozgó, vagy növényi szárakon aktív gerincteleneket gyűjthetünk. Alkalmas a pókfauna és szárazföldi ászkák kutatásában is. A szívócső 2, egymásba csúsztatott részből áll, közéjük finom szövésű hálót tesznek, szívózsáknak. Mivel a gyűjtés nem szelektív, a válogatás időigényével számolnunk kell.

 

Motoros rovarszívó

Kopogtatóernyőzés: olcsó és gyors módszer, amivel a lombkorona- és a cserjeszintből hatékonyan tudjuk gyűjteni az ízeltlábú faunát. A kopogtatóernyőt az ág alá helyezzük, az ágat egy bottal határozottan ütögetjük. A kupola alakú, alul nyitható vászonhálóból felcímkézett, mintavételi helyenként külön sorszámmal ellátott fiolákba rázzuk a rendek szerint szétválogatott ízeltlábúakat. A begyűjtött mintát sztereomikroszkóp alatt határozzuk.

 

Kopogtató ernyő használata

Lepkehálózás: nappali lepkéket finom vászonból készített, nyeles hálóval foghatunk. Sérülést okozhat a lepkék szárnyában, óvatosan kell őket kivenni a hálóból. A fotós dokumentálással károkozás nélkül tudunk adatokat gyűjteni egy terület lepkefaunájáról.

Lepkeháló

Fénycsapdázás: nyiladékban, erdőszéli tisztáson, két fa (ezek hiányában a földbe szúrt magas lécek) közé nagyméretű lepedőt vízszintesen és függőlegesen is kifeszítünk. UV- lámpa fényével (amelynek működtetéséhez az áramot generátor szolgáltatja) csalogatjuk az éjszaka aktív lepkéket, egyéb rovarokat. Minél nagyobb a kontraszt, annál több minta gyűjthető.

Éjszakai lepkék és rovarok fénycsapdázása

Feromoncsapdázás: ölőszert nélkülöző, környezetbarát csapdázás, amikor a rovarokat a saját, fajtársfelismerésre vagy szexuális csalogatásra hivatott illatanyagukat tartalmazó gyűjtőedényben fogjuk fel.

 

Feromoncsapda

Csalétkes varsacsapda: fordított tölcséren keresztül csalogatják be a rovarokat- pl. legyeket, darazsakat, lepkéket, amelyek nem tudnak kiszabadulni a hálóból. Csalinak a legyek esetében dögöt, lepkéknél rothadó gyümölcsöt használhatunk.

Darázs- és légyvarsa

Egyedi jelölés-visszafogás: nagyobb testű fajoknál, szöcskéknél, sáskáknál, poloskáknál, lepkehernyóknál és egyes ritka fajoknál (pl. magyar futrinka) alkalmazzák. Az állatokat sértetlenül kell jelölni, úgy, hogy annak mozgását, élettevékenységét ne akadályozzuk. Fontos, hogy ne legyen túl feltűnő a jelölő anyag, hogy az állat továbbra is rejtőszínű maradhasson. Figyelembe kell venni, hogy pl. vedlés után is megmaradjon a jelölés.

 Kétéltűek mintavételezése

     Általános előírás az, hogy a faj ismert élőhelyein, nemzeti parkonként 2 élőhelyet monitorozzunk, 2 időszakban (pl. kora tavaszi -nász- időszak, nyár végi-ősz eleji időszak, frissen átalakult egyedek számbavételéhez), évente 5 alkalommal.

Vizuális számlálás egyenes transzekt mentén, úttest, vízpart mentén, nagyobb terület esetében a terület közepétől kifelé távolodva, bolyongásos módszerrel kutatjuk át a területet és számoljuk össze az egyedeket. A mintaterületre felszorozva populációméretet is becsülhetünk. 

Útmenti számlálással az elütött példányokat mérhetjük fel.
 

Akusztikus: hang alapján számoljuk az egyedeket. Az esti békakórus megnehezíti az egyedek pontos számlálását, ekkor becsülni tudjuk a példányok számát. Vöröshasú unka, zöld varangy populációja naplemente után, éjszakai lámpázással kiegészítve mérhető fel.

Petecsomószámlálás:erdei békánál, gyepi békánál és mocsári békánál alkalmazható módszer. Az állandó. mélyvizű tavak partvonala mentén, 2 db 50 méteres, bejárható szakaszon, 5-10 méteres látótávolságban számoljuk össze a petecsomókat. Sekély, időszakos vizekben óvatosan, kígyózó vonal mentén lépegetünk a vízi növények között, a víztest közepe felé majd vissza, miközben összeszámoljuk a petecsomókat.

 

Rana sp. petecsomó

Elevenfogó csapdázás (vödör leásás és terelőkerítés kihelyezése) tavaszi békavándorlásnál a legeredményesebb, amikor a téli álmukból felébredt békák elindulnak a peterakó hely (víz) felé. Amennyiben a két élőhelyet úttest választja el, akkor békamentésbe kapcsolódtunk be. Ismeretlen területeken úgy mintavételezhetjük a békafajokat, hogy a tavat körülhatároljuk a kerítéssel és elé ásott kisebb gödrökbe helyezzük a vödröket, amelyekbe a békák belepotyognak és nem tudnak kiugrani.

Békaterelő háló, leásott vödrökkel, mint csapdákkal

Palackcsapdázás: elsősorban a dunai tarajos gőte csapdázására április elejétől május közepéig, a szabvány alapján-  a potenciális lelőhelyek előzetes feltérképezését követően-  legalább 2db, 50 méteres szakaszt jelölünk ki, ahol 20-20 db csapdát helyezünk ki sötétedés előtt. A palackokat 45 fokos szögben átfúrjuk egy pálcával, majd a gázolható mélységű vízben úgy helyezzük el, hogy a tetejükben maradjon levegő. A pálcákat az iszapba szúrjuk, felső végüket jelöljük, hogy megkönnyítse észrevételüket a begyűjtés során. A vízi növényzet között, egymástól 1 méteres távolságokban helyezzük el a csapdákat. Ellenőrzésükre másnap reggel, legfeljebb 12 órán belül kerüljön sor.

Palackcsapda gőték gyűjtéséhez

Ujjperc levágás: a sárgahasú unka – vöröshasú unka niche átfedésének, valamint nagy tavibéka – kis tavibéka hibridizációjának vizsgálatában az utódokból DNS mintát csonkolással nyerhetünk. A levágott lábujjperceket megfelelő tartósítószerrel megtöltött, jól záródó Eppendorf-csövekben, fagyasztott állapotban kell tárolni a feldolgozásig.

   Hüllők mintavételezése

Vizuális: egyenes transzekt mentén, vagy random útvonalon folyamatosan haladva összeszámoljuk az egyedeket. A monitorozás intenzitását korlátozhatja egyes fajok fokozottan védett státusza. A fali gyíkoknál az egyedeket -az aktivitásukból adódóan- gyorsan számoljuk össze. Mivel a hímek és a nőstények viszonylag könnyen megkülönböztethetők, ezért ivararányt is meg tudunk adni nemcsak a fali gyíkok, hanem a fürge gyíkok, zöld gyíkok esetében is. Az év hüllője, a kockás sikló monitorozására készült protokoll alapján a mintavételi transzekt legalább 250 m hosszú, (javasolt az 1000 m) és 2-4 m széles. Megfigyelési időszaknak a tavaszi és őszi időszakot javasolják, 2-2 alkalommal, vagy a kora délelőtti órákban, vagy a késő délutáni órákban.

Jeladó (rádiótelemetria) pl. rákosi vipera, haragos sikló testébe ültetett kis jeladó készülékkel nemcsak egyedi jelölést érhetünk el, hanem az állat búvóhelyéről, telelőhelyéről, életmenetéről is gyűjthetünk információkat.

Varsa (teknős): teknősök napozóhelye (pl. a víz fölé hajló faág, vízen úszó farönk) alá helyezik a vízben. Amikor a teknős megriad, beleveti magát a vízbe és a varsából nem tud kiszabadulni. Idegenhonos fajok (ékszerteknősök) eltávolítására hatékony eljárás.

Teknős varsa

Madarak mintavételezése

Élvefogó csapda (létrás, csapóhálós): urbanizálódó fajok, főként a dolmányos varjú, szarka esetében használják.

Vizuális megfigyelés, egyedszámlálás: Fészkelő, vonuló, telelő madarak monitorozása javasolt.Nnagyobb léptékben végezhető, javasolt UTM négyzet nagyság 2,5 x 2,5 km, amelyen belül random módon, 100 méteres sugarú körben végezzük el a számlálást.

Pont -és vonalszámlálás, távolságbecsléssel: kétszeri pontszámlálás módszerét alkalmazva, az egyes pontokon 5 percet töltünk és megszámoljuk az egyedeket. Javasolt időszak április 15-május 10, illetve május 11-június 10. között. 

Revír térképezés: nélkülözhetetlen a fajok hang alapján való azonosítása, és nagy területek lévén, az önkéntesek bevonása.

Befogás-jelölés-visszafogás: állandó hálókifeszítéssel sok adat gyűjthető, lokális, szakértelmet igényel, gyűrűző vizsgát kell tenni.

   Emlősök mintavételezése

Rádiótelemetria: A befogott állatra rádióadót rögzítenek, amelynek mozgását egy vevőkészülékhez szerelt jelfogó antenna segítségével követnek. Fokozottan védett fajoknál (pl. denevéreknél) gyakori módszer, de a vadállomány, sőt a nagyragadozók nyomonkövetésében is használják. A módszerrel az állatok által használt territórium nagyságáról kaphatunk információt.

 

Rádiótelemetriás monitorozás eszközei: jeladó nyakörv, jelfogó antenna, vevőegység

Jelölés-visszafogás: erdei denevérek esetében, a függönyhálózás, gyűrűzés szolgál faunisztikai adatokkal. A peléknél egyedi jelölést is alkalmaznak, az állat bundájára foszforeszkáló festéket kennek.

Odútelep ellenőrzés: jól bevált módszer, a madarak számára kihelyezett mesterséges költőodúk őszi ellenőrzése. Ekkor a kötelező odútakarítás során kerülhetnek elő más albérlők, mint pl. a mogyorós pelék.

Vizuális és akusztikus észlelés: rendszeres terepi bejárással végzett fajazonosítás és egyedszámlálás, a módszer hatékonyságának növeléséhez több megfigyelő személyre van szükség, akár a kérdőíves bevonásuk által.

Elevenfogó csapdázás: Az előírásoknak megfelelően, ma már szelektív, élvefogó csapdákat alkalmaznak. A csapdával szembeni elvárás: az állaton ne okozzon sérülést, minél kevesebb stressznek legyen kitéve a befogott állat, könnyen csalizható legyen, kezelőjének nyújtson sikerélményt. A ragadozókat csonttal, szaganyaggal, a rágcsálókat almával, napraforgó maggal lehet csalogatni. A ládacsapdákat sötétedés előtt helyezik ki, egymástól 10-20-30 méternyi távolságban, talajon mozgók számára sűrű növényzettel körülvett fák tövébe, bokrok alá, pelék számára a lombkoronába, ágvillákba. A legkisebb mintázandó terület 1 x 1 km, ahol 50 db kisemlős csapdával sikereket érhetünk el. A mintavétel ideje szabvány szerint, területenként 4 nap alkalmanként (pl. havonta).

 

Élvefogó csapóajtós kisemlőscsapda

Lyuk-és túrásszámlálás

A populációnagyság és a mozgáskörzet becslésére alkalmas módszer, amit a nyugati földikutya, közönséges vakond, közönséges kószapocok esetében alkalmazhatunk. Május elejétől október végéig, havonta egy alkalommal, 50 x 50 méteres területen javasolt a mintavétel. Az élőhely ismerete alapján nem nyerhetünk teljes bizonyosságot a faj kilétéről, ezért a túrások morfológiai bélyegeinek megfigyelésével javasolt kiegészíteni a mintavételezést. Ez magában foglalja a túrások sűrűségének megállapításán túl, a túrások átmérőjének, magasságának, egymástól mért távolságának, talajrészecske és növényi összetevőinek vizsgálatát.

Kameracsapdázás: napjainkban széleskörűen alkalmazott eljárás a vadállatok kamerával való megfigyelése és rögzítése. Ehhez a készülékbe beépített infravörös lámpa nyújt segítséget, ami a mozgást érzékelve bekapcsol és elindítja felvételt. Kihelyezéséhez érdemes előzetesen felkutatni a csapásokat, kotorékokat, szükség esetén pedig élelem- és szaganyagcsalival járhatunk el sikeresen. Sok esetben a célfajokon  kívül, egyéb állatok jelenlétéről is a vadkamerának köszönhetően szerezhetünk tudomást.

Fatörzsre rögzített vadkamera

Szőrcsapdázás: egy terület feltételezett fajairól gyűjthetünk faunisztikai adatokat. PVC-csőből 20 cm-es darabokat vágunk le, felső oldalukon két nyílást vágunk, amiket kétoldalú ragasztócsíkkal fedünk. A csalit elhelyezzük bennük, majd a talajon, fák tövébe, sűrűbb növényzet közé rejtjük a csapdákat, 10-20 méterenként. Miközben a kisemlősök áthalad a csapdán, hátáról néhány fedőszőrszál ragad a csapdába. A szőrszálak határozását bízzuk szakemberre!

 

Apró rágcsáló számára kihelyezett szőrcsapda

Az itt bemutatott ökológiai mintavételezési, monitorozási eljárásokkal remélhetőleg sikerült a fiatalok érdeklődését felkelteni, hogy a későbbiekben ők maguk is kutatóivá válhassanak környezetük élővilágának.

Szakirodalom

Boldog Gusztáv: Talajlakó emlősök túrásmorfológiai vizsgálata, különös tekintettel a nyugati földikutya (Spalax leucodon) természetvédelmi monitorozására, Crisicum 6. pp. 199-211.

Eötvös Loránd Tudományegyetem Természettudományi Kar, Környezettudományi terepgyakorlat 2012.

Brankovits Dávid, Halpern Bálint,  Vidéki Róbert, Katona Krisztián, Szövényi Gergely: A rákosi vipera (Vipera ursinii rakosiensis MÉHELY, 1893) egyes kiskunsági élőhelyeinek monitorozása és minőségi elemzése a vizsgált jellemzők alapján, Állattani Közlemények  (2010) 95(2): 311–325.

Dr. Csányi Béla, Szekeres József, Zagyva Andrea, Dr. Várbíró Gábor:Vízi makrogerinctelen módszertani útmutató (Bp., 2012.)

Csorba Gábor, Pecsenye Katalin: Emlősök és a genetikai sokféleség monitorozása (Magyar Természettudományi Múzeum, 1997.), Nemzeti Biodiverzitás-Monitorozó Rendszer X.

Dr. Fűköh Levente: Földessy Mariann Gyűjteménykezelési alapismeretek, gyűjtés- és preparálástechnikák (múzeumi preparátorképzéshez) elektronikus jegyzetének felhasználásával (Alkalmazott muzeológia, MTM Mátra Múzeuma)

Dr. Gyüre Péter: Állatpreparálás (ppt, Debreceni Egyetem Mezőgazdaságtudományi Kar)
Halpern Bálint, Konrad Mebert: Terepi felmérési protokoll a kockás sikló (Natrix tessellata) állományainak monitorozására (Természetvédelmi Információs Rendszer, 2016.)
Hecker Kristóf, Bakó Botond, Csorba Gábor: Új adatok a magyarországi pelefajok (Gliridae) elterjedéséhez (ÁLLATTANI KÖZLEMÉNYEK (2003) 88(2): 57–67.)

H. Battha Lívia, Horvatovich Sándor: Növények és rovarok preparálása (Natura, Budapest, 1978.)

Dr. Horváth Győző: Országos szintű bagolyköpet gyűjtésekre alapozott kisemlős monitorozás (Módosított protokoll, Pécs, 2004) 
NBmR Központi protokoll, Kétéltűek és hüllők (Természetvédelmi Információs Rendszer, 2011.)
Simon Edina: Környezeti terhelés vizsgálata egyedi elemtartalom alapján (PhD értekezés, DE, 2010.)

Tóth Mihály, Simigla Szilvia és Puky Miklós: Vonalas létesítmények és élővilág: kapcsolatok, megoldások, monitoring (Szimpózium, Bp., 2013)

Szabó-Debnár Zsuzsanna, Nagy Dávid: Preparálási és mintavételi módszerek az ökológiában (Debreceni Egyetem, 2015, http://docplayer.hu/19922220-Preparalasi-es-mintaveteli-modszerek-az-okologiaban.html)

 Dr. Szép Tibor, Dr. Margóczi Katalin, Dr. Tóth Albert: Biodiverzitás Monitorozás (TÁMOP – 4.1.2-08/1/A, 2011.)

Urák István, Samu Ferenc, Máthé István, Balog Adalbert: Arachnológiai (Arachnida: Araneae) kutatások a Mohos-tőzeglápban 
 

http://bisel.hu/